原生质体过滤

① 什么是原生质体的纯化

在分离的原生质体中，常常混杂有亚细胞碎片、维管束成分、未解离细胞、破碎的原生质体以及微生物等，这些混杂物的存在会对原生质体产生不良影响，此外还需去掉酶溶液，因此必须对原生质体进行纯化。

常用的纯化方法有离心沉淀法、漂浮法和界面法。离心沉淀法是应用原生质体的比重较大的性质，将原生质体沉于底部，再收集原生质体备用；漂浮法是应用渗透剂含量较高的洗涤液使原生质体漂浮于液体表面，依次通过网筛过滤、离心、收集沉淀，再用蔗糖液洗涤离心23次，漂浮收集即可。

界面法是选用两种不同渗透浓度的溶液，一种溶液密度大于原生质体的密度，另一种小于原生质体的密度，进行界面收集原生质体。但在实际应用中，纯化常用过滤、离心和漂洗相结合的方法，操作步骤大致如下：（1）将原生质体混合液经筛孔大小为40100μm的滤网过滤，除去未消化的细胞团块和筛管、导管等杂质，收集滤液。

（2）将收集到的滤液离心，转速以将原生质体沉淀而碎片等仍悬浮在上清液中为准，一般以500rmin离心15min，用吸管谨慎地吸取上清液。

（3）将离心下来的原生质体重新悬浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次离心，去上清液，如此重复3次。

② 关于植物原生质体提取，请做过这方面实验的高手指教~

1 黄化苗对有的植物来说只会更有利做原生质体，比如玉米。
2 酶液均要过0.45的膜， 过滤灭菌。
3 老的方法要撕下表皮，现在常用手术刀片切，要极细的长条。
4 不会，黄化苗的原生质体在显微镜下会成浅浅的黄色，还是能分辨出来的。

你所描述的情况有可能的原因：1 酶失活。2 叶子切得不够细，起码要1mm。3 我觉得你调的渗透压有点高，一般植物0.5-0.6

给你个网址 哈佛大学 Professor shen 的lab， 做原生质体最牛的人，上面有视屏和Protocol, 希望对你有用。（一般做原生质体都是先从拟南芥开始，先练练手，在此基础上建立感兴趣植物的protocol）
http://genetics.mgh.harvard.e/sheenweb/protocols_reg.html

③ 马铃薯原生质体如何制备、分离纯化

马铃薯原生质体制备和拟南芥、烟草、蚕豆、小麦原生质体制备方向相似。本人对这几个材料都用过，但我感觉马铃薯、蚕豆和小麦的原生质体还是比较容易制备的，成功与否关键在于材料生长时期的正确选择。最好组织较嫩、具有适度的叶绿体。马铃薯种子在营养土中种植10天左右，用嫩的茎叶就可以做原生质体。或者在MS培养基上种植的幼苗也可以用。多做几次就掌握了，关键是自己的经验。祝你好运。
1. B5培养基上萌发拟南芥种子，待根长至1-3厘米时即可移栽到土里，温室培养，光照12h/12h，150μE。
2. 准备好一个90mm培养皿，称1.82克D－甘露醇于20ml双蒸水中。培养皿的盖子用来切叶片。
3. 取4周后未抽台前的叶片，约90片。切成1mm宽的长条，置于甘露醇溶液中。可以一边切一边从植株上取。
4. 配酶解液，100ml三角瓶，15ml酶解体系。
5. 将步骤3中细条捞出，置于酶解液中。黑暗，23℃，40-50rpm酶解3小时。
6. 酶解液过100-200目的筛子，将过滤后的绿色混合物置于15ml离心管（直径约1cm）中，均分为两管。4℃，60 g，15min，brake 设为4-5。
7. 弃上清，沉淀用冰冷的W5溶液轻柔洗涤，每管4ml。4℃，100 g，1min，brake 设为4-5。
8. 弃上清，沉淀用冰冷的W5溶液轻柔洗涤，每管4ml。冰上放置30min。
9. 23℃，100 g，1min，brake 设为4-5。弃上清，每管沉淀用0.5ml MaMg重悬。（本步骤及以下操作均在23℃。）
10. 取约10-20ug 质粒于1.5ml EP管中，加100ul 步骤9中的原生质体。用200ul 枪头（剪去前端）轻柔混匀。
11. 加入110ul PEG/Ca 溶液，轻柔混匀。放置20-30min。
12. 加入0.44ml W5 溶液，来回颠倒混匀。23℃，100 g，1min，brake 设为4-5。
13. 弃上清，加100ul W5，混匀。加900ul W5，混匀。
14. 上述混合液体置于六孔板内，23℃，弱光，孵育6-18小时。
15. 荧光观察，观察之前100g，常温，离心2分钟，终体积控制在50ul左右。

Solution Recipes

Enzyme solution
1ml 15％cellulase R10 (RS is too strong)

1ml 4.5％macerozyme R10 (Yakult Honsha, Tokyo, Japan)

1.09 g mannitol

1ml 0.3M KCl

1ml 0.3M MES, pH 5.7

Heat the enzyme solution at 55oC for 10 min (to inactivate proteases and enhance enzymesolubility) and cool it to room temperature before adding

1ml 0.15M CaCl2

1ml 0.75mM β-mercaptoethanol

1ml 1.5% BSA

PEG solution (40%, v/v)
1 g PEG4000 (Fluka, #81240) **Very Important!!

0.75 ml H2O

0.625 ml 0.8 M mannitol

0.25 ml 1M CaCl2

W 5
1000 ml

154 mM NaCl 9.0 g

125 mM CaCl2 18.4 g

5 mM KCl 0.37 g

5 mM glucose 0.9 g

0.03% MES 0.3 g

pH to 5.8 with KOH

autoclave 20 minutes in 125 bottles

MaMg solution
100 ml

15 mM MgCl2 1.5 ml 1M MgCl2

0.1% MES 0.1 g

0.4 M mannitol 7.3 g

pH to 5.6 with KOH

autoclave 20 minutes in 125 ml bottles

References
1. Sheen, J. 2002, A transient expression assay using Arabidopsis mesophyll protoplasts. http://genetics.mgh.harvard.e/sheenweb/

④ 如何制作真菌丝状体的原生质体

楼主想要原生质体保持丝状结构，还是分段也可以？
如果不要球保持丝状结构，用机械法就可以吧：
先在高渗糖溶液中预处理，等质壁分离后用机械搅拌打碎细胞壁。
要想得到完整丝状体，EA3-867复合酶之类的酶制剂就可以吧？
楼主可以说的再具体一点儿，什么真菌？
补充：
机械法就可以,机械法虽然获得的原生质体比例较少(打碎了一些),但不会对原生质体活力(完好的)产生太大影响.
用酶解法,PH,温度等尽量要适于指定霉菌的自身特点,酶解之前要先消毒,也可以用相应的高渗溶液处理一下子.
酶解过程长短各种菌不一定.
之后呢,用网孔纸过滤,或低速离心机离心提取原生质体就可以了.
这样行吧同学?
打字很累的~~~~
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)

⑤ 原生质体转化中peg8000可以过滤吗

拟南芥作为模式植物在生物学研究中有着十分重要的作用和极大的优势。本文以Columbia野生型拟南芥为材料,用酶解法对拟南芥叶肉进行原生质体分离,用PEG介导的转化法将外源基因转化到原生质体中进行瞬时表达。文章着重分析了影响拟南芥叶肉原生质

⑥ 原生质体如何过滤

取生长3周的烟草无菌苗平展嫩叶，置于含有一薄层600mmol/L甘露醇-CPW溶液中，置于4℃黑暗下预处理6-8小时；悬浮细胞置于4℃黑暗下预处理48小时。
B. 预处理的叶片用吸管吸去预处理液，悬浮细胞离心转入培养皿中，然后加入2％纤维素酶、0.4％果胶酶溶液，用封口膜将培养皿封严，置于暗处在24~26℃下保温酶解；
C. 在倒置显微镜下观察，细胞壁已降解，有圆球形原生质体释放到溶液中，即终止酶解。用吸管轻轻压挤，以释放出全部原生质体；
D. 通过一个60~80μm的细胞筛过滤以除去较大的碎屑。滤液置于1个螺帽离心管中，在100g下离心3min，使原生质体沉降；
E. 弃取上清夜，将沉降物缓慢加入含有CPW配制的860mmol/L蔗糖溶液的螺帽离心管中，在在100g下离心10min；
F. 将蔗糖溶液的上部原生质体带收集起来，并转入到另一个离心管中。在离心管中加入原生质体培养基以使原生质体悬浮，在100g下离心3min，重复本相清洗过程至少3次；

⑦ 原生质体分离液需要灭菌吗

当然需要啦，原生质体比一般细菌更为脆弱，而且一般也不存在只有原生质体能生长的培养基。
ps：不知道你用的是哪种培养基，一般的可以高压蒸汽灭菌，但是如果其中含有一些热敏感蛋白的话，就只能过滤灭菌了，幸而，原生质体对噬菌体的抵抗力还是可以的。

⑧ 植物细胞纤维素、果胶酶处理后用网筛过滤原生质体到离心管内，离心后收集沉淀物，为什么要用等渗溶液洗涤

因为纤维素、果胶酶本质是蛋白质！

⑨ 植物各部分细胞都一样吗要理由。这是我侄女的科学题，我是写不出来了，请大家帮帮忙，十万火急啊

今天我们都知道植物体是由细胞构成的，但这一结论的得出并非那么容易。340多年前，英国皇家科学学会的Robert Hooke 用荷兰人Leeuwenhoek发明制作的显微镜观察了一小片软木，看到软木是由许多蜂窝状的小格子组成，Hooke将每一个格子称作“细胞”。1838年德国植物学家Matthias Schleiden才提出，所有植物体都是由细胞构成的。组成植物体的细胞的形状和大小是各不相同的，其不同部位的细胞，形状和大小与它们行使的功能密切相关。大多数高等植物细胞的直径通常约在10-200微米之间。性状有多面体、棱柱体、圆筒形、纺锤形、砖形、圆球形、甚至星形等。植物细胞的形状大小尽管多种多样，但基本结构是一样的。例如一切活细胞都含有原生质和其外面的细胞壁。坚硬的细胞壁保护着原生质体，并且维持着细胞的一定形状，其主要成分是纤维素。细胞壁是植物细胞独有的，动物细胞没有细胞壁。植物细胞还含有质体，是植物细胞生产和储存营养物质的场所。最常见的质体是叶绿体，它是专门进行光合作用的细胞器。动物细胞中不含有质体。大多数植物细胞都含有一个或几个液泡，液泡中充满了液体。液泡的主要作用是转运和储藏养分、水分和代谢副产物或代谢废物，即具有仓库和中转站的作用。除此外，植物细胞中还有线粒体、内质网、高尔基体、核糖体、圆球体、溶酶体、微管、微丝等细胞器。植物细胞中最重要的部分要数细胞核了，在光学显微镜下，细胞核可明显地分为核膜、核仁和核质三部分。核是遗传物质主要分布中心，同时也是遗传与代谢的控制中心。
2------------------------------------------------------------------------------------------------------
细胞壁分为3个部分：
1.胞间层。
2.初生壁。
3.次生壁。
3 -------------------------------------------------------------------------------------------------------
液泡(vacuole)
幼小的植物细胞(分生组织细胞)，具有许多小而分散的液泡，在电子显微镜下才能看到。以后随着细胞的生长，液泡也长大，互相并合，最后在细胞中央形成一个大的中央液泡，它可占据细胞体积的90％以上。
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关于去掉植物细胞壁的纤维素酶和果胶酶的试剂.
要分离植物原生质体，必须去掉由果胶质、纤维素和半纤维素及木质素等构成的细胞壁。在本世纪前期是采用分离机械法。即将叶肉细胞，愈伤组织和液体悬浮培养细胞置于高渗的糖溶液中，使之质壁分离，原生质体收缩成球形。然后用剪刀剪碎组织，就可切开细胞壁获得少量完整的原生质体。不过这种方法分离的原生质体太少，而且只能适于部分组织，Cocking发明的酶解法，开创了大量分离原生质体的新技术，所以目前普遍采用酶分离法来获得原生质体。
一、植物材料
一般来说，植物各个器官，如：根、茎卅、花、果实、种子及愈伤细胞和悬浮细胞等都可作为分离原生质体的材料。但是，要获得高质量的原生质体，则须选用生长旺盛、生命力强的组织作材料。材料的生理状况是原生质体质量的决定性因素之一。
1．细胞悬浮培养物
在建立细胞悬浮培养物之前，需提前培养愈伤组织。即取用成熟种子胚、未成熟胚、幼穗、花药、胚芽鞘或幼叶，经无菌消毒后，在26℃黑暗条件下，在含2，4－ D 2～4mg/L的 MS固体培养基上，诱导愈伤组织，每隔2～4d转接一次。从中选出增殖较快而且呈颗粒状的愈伤组织，或经继代培养一次后，转移到液体培养基的100ml三角瓶中进行悬浮培养。具体方法是用旋转式振荡器，速度控制在80～? 120r/min，在 25±1℃下暗培养。悬浮培养初期应每隔3d继代一次，一个半月后，吸取4～5ml悬浮细胞转到250ml三角瓶的40rnl新鲜培养中，以后每隔7d继代一次。通常经悬浮培养3～4月后，悬浮培养细胞的大小变得较为一致，且细胞质变得较浓时，可用作分离原生质体。
2．叶肉细胞
叶肉细胞是分离原生质体的最好的细胞材料，用叶片的薄壁组织作为材料来源，既要考虑植株的生长环境，又要考虑叶片的年龄及其生理状态对原生质体分离的影响。取生理状态适宜的叶片，有利于原生质体的细胞再生和细胞分裂。要获得良好的培养? 材料，下列外界因素是考虑的重要因子：
（1）光强为3000～6000lx。
（2）温度为20～25℃培养。
（3）相对湿度在60％～80％左右。
植物的其他器官也可用于分离原生质体，如用花粉四分体和花粉壁细胞。?
3．植物材料的预处理
对原生质体材料进行预处理能提高原生质体的分裂频率；也可以逐步提高植物材料的渗透压，以适应培养基中的高渗环境。这些处理包括：暗处理。预培养、低温处理等。把豌豆的枝条取下后，在分离原生质体前，先让材料在黑暗中的一定湿度条件下放1～2d，这样得到的原生质体存活率高，并能继续分裂；在羽衣甘蓝叶肉组织原生质体分离和培养中，先去掉叶片的下表皮，再在诱导愈伤组织的培养基中预培养7d，然后再去壁。经预培养的叶片分离的原生质体高度液泡化，叶绿体也解体；龙胆试管苗的叶片只有用4CC低温处理后分离得到的原生质体才能分裂。在很多情况下材料不必经过专门的预处理。
二、酶
1．酶的种类
构成植物细胞壁的三个主要成分是：①纤维素，占细胞壁干重的25 ％至50％不等；②半纤维素，平均约占细胞壁干重的53％左右；③果胶质，一般占细胞壁的5％。分离原生质体最常用的酶有纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶。
纤维素酶是从绿色木霉中提取的一种复合酶制剂，主要含有纤维素酶C；，作用于天然的和结晶的纤维素，具有分解天然纤维素的作用，还含纤维素酶CX，作用于定形的纤维素，可分解短链纤维素，另含有纤维素二糖酶、木聚糖酶、萄聚糖酶、果胶酶、脂肪酶、磷脂酶、核酸酶、溶菌酶等，总体作用是降解纤维素，得到裸露的原生质体。
果胶酶是从根霉中提取的，使细胞间的果胶质降解，把细胞从组织内分离出来。半纤维素酶制剂可以降解半纤维素为单糖或单糖衍生物。此外，还有蜗牛酶，主要用于花粉母细胞和四分体细胞。
ZA3～867纤维酶是上海植物生理研究所从野生型绿色木霉同各菌种中提取制成的，粗制品是多种酶的复合物，含有纤维素酶（包括C1、CX、B一葡萄糖苷酶等），果胶质，半纤维素酶等，分离细胞壁的效果较好。这种复合酶使用时不需加半纤维素酶和果胶酶等，就可以分离出植物原生质体。
日本产的Onozuka纤维素酶常和果胶酶结合使用，可先用果胶酶降解果胶，使分开细胞，再用纤维素酶处理降解细胞壁。即二步法降解。
2．渗透稳定剂
植物细胞壁对细胞有良好的保护作用。去除细胞壁之后如果溶液中的渗透压和细胞内的渗透压不同，原生质体有可能涨破或收缩。因此在酶液、洗液和培养液中渗透压应大致和原生质体内的相同，或者比细胞内渗透压略大些。渗透压大些有利于原生质体的稳定，但也有可能阻碍原生质体的分裂。
因此，在分离原生质体的酶溶液内，需加入一定量的渗透稳定剂，其作用是保持原生质体膜的稳定，避免破裂。常用的两种系统为：①糖溶液系统：包括甘露醇、山梨醇、蔗糖和葡萄糖等，浓度约在0．40～0．80mol／L。本系统还可促进分离的原生质体再生细胞壁并继续分裂；②盐溶液系统：包括 KCL、MgSO4和 KH2PO4等。其优点是获得的原生质体不受生理状态的影响，因而材料不必在严格的控制条件下栽培，不受植株年龄的影响，使某些酶有较大的活性使原生质体稳定。另外，添加牛血清蛋白可减少或防止降解壁过程中对细胞器的破坏。近年来多采用在盐溶液内进行原生质体分离，然后再用糖溶液作渗透稳定剂的培养基中培养。
此外，酶溶液里还可加入适量的葡聚糖硫酸钾，它可提高原生质体的稳定性。这种物质可使RNA酶不活化，并使离子稳定。
3．酶溶液的pH值
酶溶液的pH值对原生质体的产量和生活力影响很大。用菜豆叶片作培养材料时，发现原始pH值为5．0时，原生质体产生一得很快，但损坏较严重，并且培养后大量破裂。当PH值提高到6．0时，最初原生质体却产生少，但与pH值为5．0时处理同样时间后相比，原生质体数量显著增加。原始pH值提高到7．0时生活的原生质体数量进一步增加，损伤的原生质体也少得多。
三、原生质体的分离
分离原生质体时，首先要让酶制剂大量地吸附到细胞壁的纤维素上去，因此，一般先将材料分离成单细胞，然后分解细胞壁。采用将酶液减压渗入组织，或将组织切成薄片等方法，都可增加酶液与纤维素分子接触的机会。
酶处理目前常用的多是“一步法”，即把一定量的纤维素酶，果胶酶和半纤维素酶组成混合酶溶液，材料在其中处理一次即可得到分离的原生质体。
植物材料须按比例和酶液混合才能有效地游离原生质体，一般去表皮的叶片需酶量较少，而悬浮细胞则用酶量较大。每克材料用酶液10～30ml不等。
由于不同材料的生理特点不同，在研究游离条件时，必须试验不同渗透压浓度的细胞，找出适宜的渗透浓度。例如，游离小麦是浮细胞的原生质体的酶液中须加入0．55mol/L甘露醇，游离水稻悬浮细胞的原生质体的酶液中只加 0．4～0．45mol／L的甘露醇，两者差别较大。
酶解处理时把灭菌的叶片或子叶等材料下表皮撕掉，将去表皮的一面朝下放入酶液中。去表皮的方法是：在无菌条件下将叶面晾干、顺叶脉轻轻撕下表皮。如果去表皮很困难，也可直接将材料切成小细条，放入酶液中。
对于悬浮细胞等材料，如果细胞团的大小很不均一，在酶解前最好先用尼龙网筛过滤一次，将原细胞团去掉，留下较均匀的小细胞团时再进行酶解。
酶解处理一般地在黑暗中静止进行，在处理过程中偶尔轻轻摇晃几下。对于悬浮细胞，愈伤组织等难游离原生质体的材料，可置于摇床上，低速振荡以促进酶解。酶解时间几小时至几十小时不等、以原生质体游离下来为准。但是，时间过长对原生质体有害，所以一般不应超过24h。酶解温度要从原生质体和酶的活性两方面考虑。对于这几种酶来说，最佳处理温度在40～50℃，但这个温度对植物细胞来说太高，所以一般都在25℃ 左右进行酶解。
若用叶片作为材料，取已展开的生活叶片，用0.53％次氨酸钠和70％酒精进行表面灭菌，然后切成2cm见方。把 4g叶组织置于含有 200ml不加蔗糖和琼脂的培养基 500ml三角瓶中。在 4℃黑暗条件下培养16～24h，以后叶片转入含有纤维素酶、果胶酶、无机盐和缓冲液的混合液中，pH值为5．6，通常在酶液中使用的等渗剂为0．55～0．6mol甘露醇。然后，酶液真空渗入叶片组织。在28℃条件下，每分钟40转的旋转式转床上培养4h后，叶片组织可完全分离。
若用悬浮培养细胞，可不经过果胶酶处理，因为悬浮细胞液主要由单细胞和小细胞团组成。取悬浮细胞放入10ml的酶液中（3％纤维素酶，14％蔗糖，pH值5．0～6．0），在25～33℃条件下酶解24h。原生质体一酶混合液用30um的尼龙网过滤，通过低速离心收集原生质体。
四、影响原生质体分离的因素
1．酶制剂活力和纯度
粗制的商品酶含有核酸酶和蛋白酶等杂质，它们对原生质体的活力是有害的。因此，在使用之前须将这些酶纯化，一般利用凝胶柱使酶制剂脱盐纯化。酶的活性还与pH值有关。Onoznka纤维素酶R－10和离析酶R一10的最适宜pH值分别为5～6和4～5。不过实际上酶溶液的pH值经常调节4．7～6．0之间。
2．渗透稳定剂的作用
在分离原生质体时，渗透稳定剂有保护原生质体结构及其活力的作用。糖溶液系统可使分离的原生质体能再生细胞壁，并使之能继续分裂，其缺点是有抑制某些多糖降解酶的作用。盐溶液系作渗透稳定剂时对材料要求较严格，且使原生质体稳定，使某些酶有较大活性。但是易使原生质体形成假壁，同时使分裂后细胞是分散的。
五、原生质体的净化和活力测定
在分离的原生质体中，常常混杂有亚细胞碎片，维管束成分，未解离细胞，破碎的原生质体以及微生物等。这些混杂物的存在会对原生质体产生不良影响。此外，还需去掉酶溶液。以净化原生质体。
原生质体纯化常用过滤和离心相结合的方法，步骤大致如下：
1．将原生质体混合液经筛孔大小为40－100um的滤网过滤，以除去未消化的细胞团块和筛管、导管等杂质，收集滤液。
2．将收集到的滤液离心，转速以将原生质体沉淀而碎片等仍悬浮在上清液中为准，一般以500r／min离心15min。用吸管谨慎地吸会上清液。
3．将离心下来的原生质体重新悬浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次离心，去上清液，如此重复三次。
4．用培养基清洗一次，最后用培养基将原生质调到一定密度进行培养。一般原生质体的培养密度为104～106／ml。
在原生质体培养前，常常先对原生质体的活性进行检测。测定原生质体活性有多种方法，如观察胞质环流、活性染料染色、荧光素双醋酸酯（FDA）染色等。这些方法各有特点，但现在一般用的是FDA染色法。FDA本身无荧光，无极性，可透过完整的原生质体膜。一旦进入原生质体后，由于受到脂酶分解而产生有荧光的极性物质荧光素。它不能自由出太原生质体膜，因此有活力的细胞便产生荣光，而无活力的原生质体不能分解FDA，因此无荧光产生。FDA染色测活性的方法如下：
取洗涤过的原生质体悬浮液 0．5ml，置于10×100mm的小试管中，加入 FDA溶液使其最终浓度为 0．01％，混匀、置于室温5min后用荧光显微镜观察。激发光滤光片用QB24，压制滤光片用JB8。发绿色荧光的原生质体为有活力的，不产生荣光的为无活力的。由于叶绿素的关系，叶肉原生质发黄绿色荧光的为有活力的，发红色荧光的为无活力的。

⑩ 原生质体与原生质有什么区别

一、性质不同

1、原生质体：来源于原生质，原生质体是组成细胞的一个形态结构单位。

2、原生质：是细胞内生命物质的总称。

二、成分意义不同

1、原生质体：表示植物细胞壁内的原生质，即指细胞通过质壁分离，能够和细胞壁分开的那部分细胞物质，包括细胞膜、细胞质和细胞核，换言之原生质体就是除去细胞壁的被细胞膜包围的“裸露细胞”。

2、原生质：主要成分是糖类、蛋白质、核酸、脂质等。原生质分化产生细胞膜、细胞质和细胞核，构建成具有特定结构体系的原生质体，即细胞。

(10)原生质体过滤扩展阅读：

一、原生质体的特征科普：

1、无细胞障碍；

2、具有全能性可再生细胞壁并再生成完整植株。

3、适合进行融合形成杂种细胞，能克服不同种细胞间的不亲和障碍，培育新品种。

二、原生质的特征科普：

1、具有一定弹性和粘度的、半透明的、不均一的亲水胶体。

2、生活的原生质必须不断地从环境中吸取水分、空气和营养物质，经过一系列复杂的生理生化作用，使之成为原生质自身的物质。