原生質體過濾

① 什麼是原生質體的純化

在分離的原生質體中，常常混雜有亞細胞碎片、維管束成分、未解離細胞、破碎的原生質體以及微生物等，這些混雜物的存在會對原生質體產生不良影響，此外還需去掉酶溶液，因此必須對原生質體進行純化。

常用的純化方法有離心沉澱法、漂浮法和界面法。離心沉澱法是應用原生質體的比重較大的性質，將原生質體沉於底部，再收集原生質體備用；漂浮法是應用滲透劑含量較高的洗滌液使原生質體漂浮於液體表面，依次通過網篩過濾、離心、收集沉澱，再用蔗糖液洗滌離心23次，漂浮收集即可。

界面法是選用兩種不同滲透濃度的溶液，一種溶液密度大於原生質體的密度，另一種小於原生質體的密度，進行界面收集原生質體。但在實際應用中，純化常用過濾、離心和漂洗相結合的方法，操作步驟大致如下：（1）將原生質體混合液經篩孔大小為40100μm的濾網過濾，除去未消化的細胞團塊和篩管、導管等雜質，收集濾液。

（2）將收集到的濾液離心，轉速以將原生質體沉澱而碎片等仍懸浮在上清液中為准，一般以500rmin離心15min，用吸管謹慎地吸取上清液。

（3）將離心下來的原生質體重新懸浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次離心，去上清液，如此重復3次。

② 關於植物原生質體提取，請做過這方面實驗的高手指教~

1 黃化苗對有的植物來說只會更有利做原生質體，比如玉米。
2 酶液均要過0.45的膜， 過濾滅菌。
3 老的方法要撕下表皮，現在常用手術刀片切，要極細的長條。
4 不會，黃化苗的原生質體在顯微鏡下會成淺淺的黃色，還是能分辨出來的。

你所描述的情況有可能的原因：1 酶失活。2 葉子切得不夠細，起碼要1mm。3 我覺得你調的滲透壓有點高，一般植物0.5-0.6

給你個網址 哈佛大學 Professor shen 的lab， 做原生質體最牛的人，上面有視屏和Protocol, 希望對你有用。（一般做原生質體都是先從擬南芥開始，先練練手，在此基礎上建立感興趣植物的protocol）
http://genetics.mgh.harvard.e/sheenweb/protocols_reg.html

③ 馬鈴薯原生質體如何制備、分離純化

馬鈴薯原生質體制備和擬南芥、煙草、蠶豆、小麥原生質體制備方向相似。本人對這幾個材料都用過，但我感覺馬鈴薯、蠶豆和小麥的原生質體還是比較容易制備的，成功與否關鍵在於材料生長時期的正確選擇。最好組織較嫩、具有適度的葉綠體。馬鈴薯種子在營養土中種植10天左右，用嫩的莖葉就可以做原生質體。或者在MS培養基上種植的幼苗也可以用。多做幾次就掌握了，關鍵是自己的經驗。祝你好運。
1. B5培養基上萌發擬南芥種子，待根長至1-3厘米時即可移栽到土裡，溫室培養，光照12h/12h，150μE。
2. 准備好一個90mm培養皿，稱1.82克D－甘露醇於20ml雙蒸水中。培養皿的蓋子用來切葉片。
3. 取4周後未抽台前的葉片，約90片。切成1mm寬的長條，置於甘露醇溶液中。可以一邊切一邊從植株上取。
4. 配酶解液，100ml三角瓶，15ml酶解體系。
5. 將步驟3中細條撈出，置於酶解液中。黑暗，23℃，40-50rpm酶解3小時。
6. 酶解液過100-200目的篩子，將過濾後的綠色混合物置於15ml離心管（直徑約1cm）中，均分為兩管。4℃，60 g，15min，brake 設為4-5。
7. 棄上清，沉澱用冰冷的W5溶液輕柔洗滌，每管4ml。4℃，100 g，1min，brake 設為4-5。
8. 棄上清，沉澱用冰冷的W5溶液輕柔洗滌，每管4ml。冰上放置30min。
9. 23℃，100 g，1min，brake 設為4-5。棄上清，每管沉澱用0.5ml MaMg重懸。（本步驟及以下操作均在23℃。）
10. 取約10-20ug 質粒於1.5ml EP管中，加100ul 步驟9中的原生質體。用200ul 槍頭（剪去前端）輕柔混勻。
11. 加入110ul PEG/Ca 溶液，輕柔混勻。放置20-30min。
12. 加入0.44ml W5 溶液，來回顛倒混勻。23℃，100 g，1min，brake 設為4-5。
13. 棄上清，加100ul W5，混勻。加900ul W5，混勻。
14. 上述混合液體置於六孔板內，23℃，弱光，孵育6-18小時。
15. 熒光觀察，觀察之前100g，常溫，離心2分鍾，終體積控制在50ul左右。

Solution Recipes

Enzyme solution
1ml 15％cellulase R10 (RS is too strong)

1ml 4.5％macerozyme R10 (Yakult Honsha, Tokyo, Japan)

1.09 g mannitol

1ml 0.3M KCl

1ml 0.3M MES, pH 5.7

Heat the enzyme solution at 55oC for 10 min (to inactivate proteases and enhance enzymesolubility) and cool it to room temperature before adding

1ml 0.15M CaCl2

1ml 0.75mM β-mercaptoethanol

1ml 1.5% BSA

PEG solution (40%, v/v)
1 g PEG4000 (Fluka, #81240) **Very Important!!

0.75 ml H2O

0.625 ml 0.8 M mannitol

0.25 ml 1M CaCl2

W 5
1000 ml

154 mM NaCl 9.0 g

125 mM CaCl2 18.4 g

5 mM KCl 0.37 g

5 mM glucose 0.9 g

0.03% MES 0.3 g

pH to 5.8 with KOH

autoclave 20 minutes in 125 bottles

MaMg solution
100 ml

15 mM MgCl2 1.5 ml 1M MgCl2

0.1% MES 0.1 g

0.4 M mannitol 7.3 g

pH to 5.6 with KOH

autoclave 20 minutes in 125 ml bottles

References
1. Sheen, J. 2002, A transient expression assay using Arabidopsis mesophyll protoplasts. http://genetics.mgh.harvard.e/sheenweb/

④ 如何製作真菌絲狀體的原生質體

樓主想要原生質體保持絲狀結構，還是分段也可以？
如果不要球保持絲狀結構，用機械法就可以吧：
先在高滲糖溶液中預處理，等質壁分離後用機械攪拌打碎細胞壁。
要想得到完整絲狀體，EA3-867復合酶之類的酶制劑就可以吧？
樓主可以說的再具體一點兒，什麼真菌？
補充：
機械法就可以,機械法雖然獲得的原生質體比例較少(打碎了一些),但不會對原生質體活力(完好的)產生太大影響.
用酶解法,PH,溫度等盡量要適於指定黴菌的自身特點,酶解之前要先消毒,也可以用相應的高滲溶液處理一下子.
酶解過程長短各種菌不一定.
之後呢,用網孔紙過濾,或低速離心機離心提取原生質體就可以了.
這樣行吧同學?
打字很累的~~~~
:
)

⑤ 原生質體轉化中peg8000可以過濾嗎

擬南芥作為模式植物在生物學研究中有著十分重要的作用和極大的優勢。本文以Columbia野生型擬南芥為材料,用酶解法對擬南芥葉肉進行原生質體分離,用PEG介導的轉化法將外源基因轉化到原生質體中進行瞬時表達。文章著重分析了影響擬南芥葉肉原生質

⑥ 原生質體如何過濾

取生長3周的煙草無菌苗平展嫩葉，置於含有一薄層600mmol/L甘露醇-CPW溶液中，置於4℃黑暗下預處理6-8小時；懸浮細胞置於4℃黑暗下預處理48小時。
B. 預處理的葉片用吸管吸去預處理液，懸浮細胞離心轉入培養皿中，然後加入2％纖維素酶、0.4％果膠酶溶液，用封口膜將培養皿封嚴，置於暗處在24~26℃下保溫酶解；
C. 在倒置顯微鏡下觀察，細胞壁已降解，有圓球形原生質體釋放到溶液中，即終止酶解。用吸管輕輕壓擠，以釋放出全部原生質體；
D. 通過一個60~80μm的細胞篩過濾以除去較大的碎屑。濾液置於1個螺帽離心管中，在100g下離心3min，使原生質體沉降；
E. 棄取上清夜，將沉降物緩慢加入含有CPW配製的860mmol/L蔗糖溶液的螺帽離心管中，在在100g下離心10min；
F. 將蔗糖溶液的上部原生質體帶收集起來，並轉入到另一個離心管中。在離心管中加入原生質體培養基以使原生質體懸浮，在100g下離心3min，重復本相清洗過程至少3次；

⑦ 原生質體分離液需要滅菌嗎

當然需要啦，原生質體比一般細菌更為脆弱，而且一般也不存在只有原生質體能生長的培養基。
ps：不知道你用的是哪種培養基，一般的可以高壓蒸汽滅菌，但是如果其中含有一些熱敏感蛋白的話，就只能過濾滅菌了，幸而，原生質體對噬菌體的抵抗力還是可以的。

⑧ 植物細胞纖維素、果膠酶處理後用網篩過濾原生質體到離心管內，離心後收集沉澱物，為什麼要用等滲溶液洗滌

因為纖維素、果膠酶本質是蛋白質！

⑨ 植物各部分細胞都一樣嗎要理由。這是我侄女的科學題，我是寫不出來了，請大家幫幫忙，十萬火急啊

今天我們都知道植物體是由細胞構成的，但這一結論的得出並非那麼容易。340多年前，英國皇家科學學會的Robert Hooke 用荷蘭人Leeuwenhoek發明製作的顯微鏡觀察了一小片軟木，看到軟木是由許多蜂窩狀的小格子組成，Hooke將每一個格子稱作「細胞」。1838年德國植物學家Matthias Schleiden才提出，所有植物體都是由細胞構成的。組成植物體的細胞的形狀和大小是各不相同的，其不同部位的細胞，形狀和大小與它們行使的功能密切相關。大多數高等植物細胞的直徑通常約在10-200微米之間。性狀有多面體、稜柱體、圓筒形、紡錘形、磚形、圓球形、甚至星形等。植物細胞的形狀大小盡管多種多樣，但基本結構是一樣的。例如一切活細胞都含有原生質和其外面的細胞壁。堅硬的細胞壁保護著原生質體，並且維持著細胞的一定形狀，其主要成分是纖維素。細胞壁是植物細胞獨有的，動物細胞沒有細胞壁。植物細胞還含有質體，是植物細胞生產和儲存營養物質的場所。最常見的質體是葉綠體，它是專門進行光合作用的細胞器。動物細胞中不含有質體。大多數植物細胞都含有一個或幾個液泡，液泡中充滿了液體。液泡的主要作用是轉運和儲藏養分、水分和代謝副產物或代謝廢物，即具有倉庫和中轉站的作用。除此外，植物細胞中還有線粒體、內質網、高爾基體、核糖體、圓球體、溶酶體、微管、微絲等細胞器。植物細胞中最重要的部分要數細胞核了，在光學顯微鏡下，細胞核可明顯地分為核膜、核仁和核質三部分。核是遺傳物質主要分布中心，同時也是遺傳與代謝的控制中心。
2------------------------------------------------------------------------------------------------------
細胞壁分為3個部分：
1.胞間層。
2.初生壁。
3.次生壁。
3 -------------------------------------------------------------------------------------------------------
液泡(vacuole)
幼小的植物細胞(分生組織細胞)，具有許多小而分散的液泡，在電子顯微鏡下才能看到。以後隨著細胞的生長，液泡也長大，互相並合，最後在細胞中央形成一個大的中央液泡，它可占據細胞體積的90％以上。
4------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
關於去掉植物細胞壁的纖維素酶和果膠酶的試劑.
要分離植物原生質體，必須去掉由果膠質、纖維素和半纖維素及木質素等構成的細胞壁。在本世紀前期是採用分離機械法。即將葉肉細胞，愈傷組織和液體懸浮培養細胞置於高滲的糖溶液中，使之質壁分離，原生質體收縮成球形。然後用剪刀剪碎組織，就可切開細胞壁獲得少量完整的原生質體。不過這種方法分離的原生質體太少，而且只能適於部分組織，Cocking發明的酶解法，開創了大量分離原生質體的新技術，所以目前普遍採用酶分離法來獲得原生質體。
一、植物材料
一般來說，植物各個器官，如：根、莖卅、花、果實、種子及愈傷細胞和懸浮細胞等都可作為分離原生質體的材料。但是，要獲得高質量的原生質體，則須選用生長旺盛、生命力強的組織作材料。材料的生理狀況是原生質體質量的決定性因素之一。
1．細胞懸浮培養物
在建立細胞懸浮培養物之前，需提前培養愈傷組織。即取用成熟種子胚、未成熟胚、幼穗、花葯、胚芽鞘或幼葉，經無菌消毒後，在26℃黑暗條件下，在含2，4－ D 2～4mg/L的 MS固體培養基上，誘導愈傷組織，每隔2～4d轉接一次。從中選出增殖較快而且呈顆粒狀的愈傷組織，或經繼代培養一次後，轉移到液體培養基的100ml三角瓶中進行懸浮培養。具體方法是用旋轉式振盪器，速度控制在80～? 120r/min，在 25±1℃下暗培養。懸浮培養初期應每隔3d繼代一次，一個半月後，吸取4～5ml懸浮細胞轉到250ml三角瓶的40rnl新鮮培養中，以後每隔7d繼代一次。通常經懸浮培養3～4月後，懸浮培養細胞的大小變得較為一致，且細胞質變得較濃時，可用作分離原生質體。
2．葉肉細胞
葉肉細胞是分離原生質體的最好的細胞材料，用葉片的薄壁組織作為材料來源，既要考慮植株的生長環境，又要考慮葉片的年齡及其生理狀態對原生質體分離的影響。取生理狀態適宜的葉片，有利於原生質體的細胞再生和細胞分裂。要獲得良好的培養? 材料，下列外界因素是考慮的重要因子：
（1）光強為3000～6000lx。
（2）溫度為20～25℃培養。
（3）相對濕度在60％～80％左右。
植物的其他器官也可用於分離原生質體，如用花粉四分體和花粉壁細胞。?
3．植物材料的預處理
對原生質體材料進行預處理能提高原生質體的分裂頻率；也可以逐步提高植物材料的滲透壓，以適應培養基中的高滲環境。這些處理包括：暗處理。預培養、低溫處理等。把豌豆的枝條取下後，在分離原生質體前，先讓材料在黑暗中的一定濕度條件下放1～2d，這樣得到的原生質體存活率高，並能繼續分裂；在羽衣甘藍葉肉組織原生質體分離和培養中，先去掉葉片的下表皮，再在誘導愈傷組織的培養基中預培養7d，然後再去壁。經預培養的葉片分離的原生質體高度液泡化，葉綠體也解體；龍膽試管苗的葉片只有用4CC低溫處理後分離得到的原生質體才能分裂。在很多情況下材料不必經過專門的預處理。
二、酶
1．酶的種類
構成植物細胞壁的三個主要成分是：①纖維素，占細胞壁乾重的25 ％至50％不等；②半纖維素，平均約占細胞壁乾重的53％左右；③果膠質，一般占細胞壁的5％。分離原生質體最常用的酶有纖維素酶、半纖維素酶和果膠酶。
纖維素酶是從綠色木霉中提取的一種復合酶制劑，主要含有纖維素酶C；，作用於天然的和結晶的纖維素，具有分解天然纖維素的作用，還含纖維素酶CX，作用於定形的纖維素，可分解短鏈纖維素，另含有纖維素二糖酶、木聚糖酶、萄聚糖酶、果膠酶、脂肪酶、磷脂酶、核酸酶、溶菌酶等，總體作用是降解纖維素，得到裸露的原生質體。
果膠酶是從根霉中提取的，使細胞間的果膠質降解，把細胞從組織內分離出來。半纖維素酶制劑可以降解半纖維素為單糖或單糖衍生物。此外，還有蝸牛酶，主要用於花粉母細胞和四分體細胞。
ZA3～867纖維酶是上海植物生理研究所從野生型綠色木霉同各菌種中提取製成的，粗製品是多種酶的復合物，含有纖維素酶（包括C1、CX、B一葡萄糖苷酶等），果膠質，半纖維素酶等，分離細胞壁的效果較好。這種復合酶使用時不需加半纖維素酶和果膠酶等，就可以分離出植物原生質體。
日本產的Onozuka纖維素酶常和果膠酶結合使用，可先用果膠酶降解果膠，使分開細胞，再用纖維素酶處理降解細胞壁。即二步法降解。
2．滲透穩定劑
植物細胞壁對細胞有良好的保護作用。去除細胞壁之後如果溶液中的滲透壓和細胞內的滲透壓不同，原生質體有可能漲破或收縮。因此在酶液、洗液和培養液中滲透壓應大致和原生質體內的相同，或者比細胞內滲透壓略大些。滲透壓大些有利於原生質體的穩定，但也有可能阻礙原生質體的分裂。
因此，在分離原生質體的酶溶液內，需加入一定量的滲透穩定劑，其作用是保持原生質體膜的穩定，避免破裂。常用的兩種系統為：①糖溶液系統：包括甘露醇、山梨醇、蔗糖和葡萄糖等，濃度約在0．40～0．80mol／L。本系統還可促進分離的原生質體再生細胞壁並繼續分裂；②鹽溶液系統：包括 KCL、MgSO4和 KH2PO4等。其優點是獲得的原生質體不受生理狀態的影響，因而材料不必在嚴格的控制條件下栽培，不受植株年齡的影響，使某些酶有較大的活性使原生質體穩定。另外，添加牛血清蛋白可減少或防止降解壁過程中對細胞器的破壞。近年來多採用在鹽溶液內進行原生質體分離，然後再用糖溶液作滲透穩定劑的培養基中培養。
此外，酶溶液里還可加入適量的葡聚糖硫酸鉀，它可提高原生質體的穩定性。這種物質可使RNA酶不活化，並使離子穩定。
3．酶溶液的pH值
酶溶液的pH值對原生質體的產量和生活力影響很大。用菜豆葉片作培養材料時，發現原始pH值為5．0時，原生質體產生一得很快，但損壞較嚴重，並且培養後大量破裂。當PH值提高到6．0時，最初原生質體卻產生少，但與pH值為5．0時處理同樣時間後相比，原生質體數量顯著增加。原始pH值提高到7．0時生活的原生質體數量進一步增加，損傷的原生質體也少得多。
三、原生質體的分離
分離原生質體時，首先要讓酶制劑大量地吸附到細胞壁的纖維素上去，因此，一般先將材料分離成單細胞，然後分解細胞壁。採用將酶液減壓滲入組織，或將組織切成薄片等方法，都可增加酶液與纖維素分子接觸的機會。
酶處理目前常用的多是「一步法」，即把一定量的纖維素酶，果膠酶和半纖維素酶組成混合酶溶液，材料在其中處理一次即可得到分離的原生質體。
植物材料須按比例和酶液混合才能有效地游離原生質體，一般去表皮的葉片需酶量較少，而懸浮細胞則用酶量較大。每克材料用酶液10～30ml不等。
由於不同材料的生理特點不同，在研究游離條件時，必須試驗不同滲透壓濃度的細胞，找出適宜的滲透濃度。例如，游離小麥是浮細胞的原生質體的酶液中須加入0．55mol/L甘露醇，游離水稻懸浮細胞的原生質體的酶液中只加 0．4～0．45mol／L的甘露醇，兩者差別較大。
酶解處理時把滅菌的葉片或子葉等材料下表皮撕掉，將去表皮的一面朝下放入酶液中。去表皮的方法是：在無菌條件下將葉面晾乾、順葉脈輕輕撕下表皮。如果去表皮很困難，也可直接將材料切成小細條，放入酶液中。
對於懸浮細胞等材料，如果細胞團的大小很不均一，在酶解前最好先用尼龍網篩過濾一次，將原細胞團去掉，留下較均勻的小細胞團時再進行酶解。
酶解處理一般地在黑暗中靜止進行，在處理過程中偶爾輕輕搖晃幾下。對於懸浮細胞，愈傷組織等難游離原生質體的材料，可置於搖床上，低速振盪以促進酶解。酶解時間幾小時至幾十小時不等、以原生質體游離下來為准。但是，時間過長對原生質體有害，所以一般不應超過24h。酶解溫度要從原生質體和酶的活性兩方面考慮。對於這幾種酶來說，最佳處理溫度在40～50℃，但這個溫度對植物細胞來說太高，所以一般都在25℃ 左右進行酶解。
若用葉片作為材料，取已展開的生活葉片，用0.53％次氨酸鈉和70％酒精進行表面滅菌，然後切成2cm見方。把 4g葉組織置於含有 200ml不加蔗糖和瓊脂的培養基 500ml三角瓶中。在 4℃黑暗條件下培養16～24h，以後葉片轉入含有纖維素酶、果膠酶、無機鹽和緩沖液的混合液中，pH值為5．6，通常在酶液中使用的等滲劑為0．55～0．6mol甘露醇。然後，酶液真空滲入葉片組織。在28℃條件下，每分鍾40轉的旋轉式轉床上培養4h後，葉片組織可完全分離。
若用懸浮培養細胞，可不經過果膠酶處理，因為懸浮細胞液主要由單細胞和小細胞團組成。取懸浮細胞放入10ml的酶液中（3％纖維素酶，14％蔗糖，pH值5．0～6．0），在25～33℃條件下酶解24h。原生質體一酶混合液用30um的尼龍網過濾，通過低速離心收集原生質體。
四、影響原生質體分離的因素
1．酶制劑活力和純度
粗製的商品酶含有核酸酶和蛋白酶等雜質，它們對原生質體的活力是有害的。因此，在使用之前須將這些酶純化，一般利用凝膠柱使酶制劑脫鹽純化。酶的活性還與pH值有關。Onoznka纖維素酶R－10和離析酶R一10的最適宜pH值分別為5～6和4～5。不過實際上酶溶液的pH值經常調節4．7～6．0之間。
2．滲透穩定劑的作用
在分離原生質體時，滲透穩定劑有保護原生質體結構及其活力的作用。糖溶液系統可使分離的原生質體能再生細胞壁，並使之能繼續分裂，其缺點是有抑制某些多糖降解酶的作用。鹽溶液系作滲透穩定劑時對材料要求較嚴格，且使原生質體穩定，使某些酶有較大活性。但是易使原生質體形成假壁，同時使分裂後細胞是分散的。
五、原生質體的凈化和活力測定
在分離的原生質體中，常常混雜有亞細胞碎片，維管束成分，未解離細胞，破碎的原生質體以及微生物等。這些混雜物的存在會對原生質體產生不良影響。此外，還需去掉酶溶液。以凈化原生質體。
原生質體純化常用過濾和離心相結合的方法，步驟大致如下：
1．將原生質體混合液經篩孔大小為40－100um的濾網過濾，以除去未消化的細胞團塊和篩管、導管等雜質，收集濾液。
2．將收集到的濾液離心，轉速以將原生質體沉澱而碎片等仍懸浮在上清液中為准，一般以500r／min離心15min。用吸管謹慎地吸會上清液。
3．將離心下來的原生質體重新懸浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次離心，去上清液，如此重復三次。
4．用培養基清洗一次，最後用培養基將原生質調到一定密度進行培養。一般原生質體的培養密度為104～106／ml。
在原生質體培養前，常常先對原生質體的活性進行檢測。測定原生質體活性有多種方法，如觀察胞質環流、活性染料染色、熒光素雙醋酸酯（FDA）染色等。這些方法各有特點，但現在一般用的是FDA染色法。FDA本身無熒光，無極性，可透過完整的原生質體膜。一旦進入原生質體後，由於受到脂酶分解而產生有熒光的極性物質熒光素。它不能自由出太原生質體膜，因此有活力的細胞便產生榮光，而無活力的原生質體不能分解FDA，因此無熒光產生。FDA染色測活性的方法如下：
取洗滌過的原生質體懸浮液 0．5ml，置於10×100mm的小試管中，加入 FDA溶液使其最終濃度為 0．01％，混勻、置於室溫5min後用熒光顯微鏡觀察。激發光濾光片用QB24，壓制濾光片用JB8。發綠色熒光的原生質體為有活力的，不產生榮光的為無活力的。由於葉綠素的關系，葉肉原生質發黃綠色熒光的為有活力的，發紅色熒光的為無活力的。

⑩ 原生質體與原生質有什麼區別

一、性質不同

1、原生質體：來源於原生質，原生質體是組成細胞的一個形態結構單位。

2、原生質：是細胞內生命物質的總稱。

二、成分意義不同

1、原生質體：表示植物細胞壁內的原生質，即指細胞通過質壁分離，能夠和細胞壁分開的那部分細胞物質，包括細胞膜、細胞質和細胞核，換言之原生質體就是除去細胞壁的被細胞膜包圍的「裸露細胞」。

2、原生質：主要成分是糖類、蛋白質、核酸、脂質等。原生質分化產生細胞膜、細胞質和細胞核，構建成具有特定結構體系的原生質體，即細胞。

(10)原生質體過濾擴展閱讀：

一、原生質體的特徵科普：

1、無細胞障礙；

2、具有全能性可再生細胞壁並再生成完整植株。

3、適合進行融合形成雜種細胞，能克服不同種細胞間的不親和障礙，培育新品種。

二、原生質的特徵科普：

1、具有一定彈性和粘度的、半透明的、不均一的親水膠體。

2、生活的原生質必須不斷地從環境中吸取水分、空氣和營養物質，經過一系列復雜的生理生化作用，使之成為原生質自身的物質。