凝膠過濾法實驗結果

⑴ 凝膠過濾法分離蛋白質測吸光度為什麼會出現負數

1、鹽析與有機溶劑沉澱：在蛋白質溶液中加入大量中性鹽,以破壞蛋白質的膠體性質,使蛋白質從溶液中沉澱析出,稱為鹽析.常用的中性鹽有：硫酸銨、氯化鈉、硫酸鈉等.鹽析時,溶液的pH在蛋白質的等電點處效果最好.凡能與水以任意比例混合的有機溶劑,如乙醇、甲醇、丙酮等,均可引起蛋白質沉澱.
2、電泳法：蛋白質分子在高於或低於其pI的溶液中帶凈的負或正電荷,因此在電場中可以移動.電泳遷移率的大小主要取決於蛋白質分子所帶電荷量以及分子大小.
3、透析法：利用透析袋膜的超濾性質,可將大分子物質與小分子物質分離開.
4、層析法：利用混合物中各組分理化性質的差異,在相互接觸的兩相（固定相與流動相）之間的分布不同而進行分離.主要有離子交換層析,凝膠層析,吸附層析及親和層析等,其中凝膠層析可用於測定蛋白質的分子量.
5、分子篩：又稱凝膠過濾法,蛋白質溶液加於柱之頂部,任其往下滲漏,小分子蛋白質進入孔內,因而在柱中滯留時間較長,大分子蛋白質不能進入孔內而徑直流出,因此不同大小的蛋白質得以分離.
6、超速離心：利用物質密度的不同,經超速離心後,分布於不同的液層而分離.超速離心也可用來測定蛋白質的分子量,蛋白質的分子量與其沉降系數S成正比.

⑵ 凝膠層析分離Hb和CuSO4實驗結論

• 相對分子質量大的先出來，小的後出來 .血紅蛋白呈現紅色，當紅色帶下移到下埠時開始收集，可以收集到血紅蛋白

⑶ 凝膠過濾層析里為了完全分開兩種組分,樣品為什麼一定不能大於洗脫體積之差

凝膠層析操作中應注意的一些具體問題。 (1)層析柱的選擇層析柱大小主要是根據樣品量的多少以及對解析度的要求來進行選擇。一般來講，主要是層析柱的長度對解析度影響較大，長的層析柱解析度要比短的高；但層析柱長度不能過長，否則會引起柱子不均一、流速過慢等實驗上的一些困難。一般柱長度不超過100cm，為得到高解析度，可以將柱子串聯使用。層析柱的直徑和長度比一般在1:25－1:100之間。用於分組分離的凝膠柱，如脫鹽柱由於對解析度要求較低，所以一般比較短。 (2)凝膠柱的鑒定凝膠柱的填裝情況將直接影響分離效果，關於填裝的方法前面已有介紹，這里主要介紹對填裝好的凝膠柱的鑒定。凝膠柱填裝後用肉眼觀察應均勻、無紋路、無氣泡。另外通常可以採用一種有色的物質，如藍色葡聚糖-2000、血紅蛋白等上柱，觀察有色區帶在柱中的洗脫行為以檢測凝膠柱的均勻程度。如果色帶狹窄、平整、均勻下降，則表明柱中的凝膠填裝情況較好，可以使用；如果色帶彌散、歪曲，則需重新裝柱。另外值得一提的是，有時為了防止新凝膠柱對樣品的吸附，可以用一些物質預先過柱，以消除吸附。 (3)洗脫液的選擇由於凝膠層析的分離原理是分子篩作用，它不象其它層析分離方式主要依賴於溶劑強度和選擇性的改變來進行分離，在凝膠層析中流動相只是起運載工具的作用，一般不依賴於流動相性質和組成的改變來提高解析度，改變洗脫液的主要目的是為了消除組分與固定相的吸附等相互作用，所以和其它層析方法相比，凝膠層析洗脫液的選擇不那麼嚴格。由於凝膠層析的分離機理簡單以及凝膠穩定工作的pH 范圍較廣，所以洗脫液的選擇主要取決於待分離樣品，一般來說只要能溶解被洗脫物質並不使其變性的緩沖液都可以用於凝膠層析。為了防止凝膠可能有吸附作用，一般洗脫液都含有一定濃度的鹽。 (4)加樣量關於加樣前面已經有所介紹，要盡量快速、均勻。另外加樣量對實驗結果也可能造成較大的影響，加樣過多，會造成洗脫峰的重疊，影響分離效果；加樣過少，提純後各組分量少、濃度較低，實驗效率低。加樣量的多少要根據具體的實驗要求而定：凝膠柱較大，當然加樣量就可以較大；樣品中各組分分子量差異較大，加樣量也可以較大；一般分級分離時加樣體積約為凝膠柱床體積的1％－5％左右，而分組分離時加樣體積可以較大，一般約為凝膠柱床體積的10％－25％。如果有條件可以首先以較小的加樣量先進行一次分析，根據洗脫峰的情況來選擇合適的加樣量。設要分離的兩個組分的洗脫體積分別為Ve1和Ve2，那麼加樣量不能超過(Ve1－Ve2)。實際由於樣品擴散，所以加樣量應小於這個值。從洗脫峰上看，如果所要的各個組分的洗脫峰分得很開，為了提高效率，可以適當增加加樣量；如果各個組分的洗脫峰只是剛好分開或沒有完全分開，則不能再加大加樣量，甚至要減小加樣量。另外加樣前要注意，樣品中的不溶物必須在上樣前去掉，以免污染凝膠柱。樣品的粘度不能過大，否則會影響分離效果。 (5)洗脫速度洗脫速度也會影響凝膠層析的分離效果，一般洗脫速度要恆定而且合適。保持洗脫速度恆定通常有兩種方法，一種是使用恆流泵，另一種是恆壓重力洗脫。洗脫速度取決於很多因素，包括柱長、凝膠種類、顆粒大小等，一般來講，洗脫速度慢一些樣品可以與凝膠基質充分平衡，分離效果好。但洗脫速度過慢會造成樣品擴散加劇、區帶變寬，反而會降低解析度，而且實驗時間會大大延長；所以實驗中應根據實際情況來選擇合適的洗脫速度，可以通過進行預備實驗來選擇洗脫速度。一般凝膠的流速是2－10 cm/hr，市售的凝膠一般會提供一個建議流速，可供參考。總之，凝膠層析的各種條件，包括凝膠類型、層析柱大小、洗脫液、上樣量、洗脫速度等等，都要根據具體的實驗要求來選擇。例如樣品中各個組分差異較小，則實驗要求凝膠層析要有較高的解析度，提高解析度的選擇應主要包括：選擇包括各個待分離組分但分離范圍盡量小一些的凝膠，選擇顆粒小的凝膠，選擇解析度高的凝膠類型，選擇較長、直徑較大的層析柱、減少加樣量、降低洗脫速度等等。

⑷ 如何寫關於葡聚糖凝膠層析的分子篩特性的實驗報告拜託各位大神

【實驗目的】 1.掌握葡聚糖凝膠的特性及凝膠層析的原理。 2．學習葡聚糖凝膠層析的基本操作技術。 【實驗原理】 凝膠層析又稱分子排阻層析或凝膠過濾，是以被分離物質的分子量差異為基礎的一種層析分離技術，這一技術為純化蛋白質等生物大分子提供了一種非常溫和的分離方法。層析的固定相載體是凝膠顆粒，目前應用較廣的是：具有各種孔徑范圍的葡聚糖凝膠（Sephadex）和瓊脂糖凝膠（Sepharose）。 葡聚糖凝膠是由直鏈的葡聚糖分子和交聯劑3—氯1，2—環氧丙烷交聯而成的具有多孔網狀結構的高分子化合物。凝膠顆粒中網孔的大小可通過調節葡聚糖和交聯劑的比例來控制，交聯度越大，網孔結構越緊密；交聯度越小，網孔結構就越疏鬆，網孔的大小決定了被分離物質能夠自由出入凝膠內部的分子量范圍。可分離的分子量范圍從幾百到幾十萬不等。 葡聚糖凝膠層析，是使待分離物質通過葡聚糖凝膠層析柱，各個組分由於分子量不相同，在凝膠柱上受到的阻滯作用不同，而在層析柱中以不同的速度移動。分子量大於允許進入凝膠網孔范圍的物質完全被凝膠排阻，不能進入凝膠顆粒內部，阻滯作用小，隨著溶劑在凝膠顆粒之間流動，因此流程短，而先流出層析柱；分子量小的物質可完全進入凝膠顆粒的網孔內，阻滯作用大，流程延長，而最後從層析柱中流出。若被分離物的分子量介於完全排阻和完全進入網孔物質的分子量之間，則在兩者之間從柱中流出，由此就可以達到分離目的。 本實驗以葡聚糖凝膠G—25作為固定相載體，來分離藍色葡聚糖—2000和溴酚藍。藍色葡聚糖—2000分子量接近2×106， 而溴酚藍分子量為670，二者分子量相差較大，前者完全排阻，而後者則可完全進入凝膠顆粒網孔內，二者通過層析柱的時間不同而分開。 【實驗材料】 1.實驗器材 層析柱(1×20cm)附有一小段乳膠管及螺旋夾；洗脫液瓶(帶下口的三角瓶，250m1)；試管及試管架；量筒10m1；721型分光光度計 2.實驗試劑 (1) Tris—醋酸緩沖液(pH7.0):取0.0lmol/L Tris溶液(含0.1mol/L KCl)900ml，用濃醋酸調pH至7.0，加蒸餾水至1000m1。 (2) 溴酚藍溶液：稱取溴酚藍10毫克，溶於5毫升乙醇中，充分攪拌使其溶解，然後逐滴加入Tris—醋酸緩沖液(pH7.0)至溶液呈深藍色。 (3) 藍色葡聚糖—2000溶液：稱取藍色葡聚糖—2000 10毫克，溶於2毫升Tris—醋酸緩沖液(pH7.0)中即成。 (4) 樣品溶液：取溴酚藍溶液0.1毫升，藍色葡聚糖—2000溶液0.5毫升混勻後為上柱樣品溶液。 (5)葡聚糖凝膠G-25 (Sephadex-G-25) 【實驗操作】 1.實驗凝膠的制備：商品凝膠是乾燥的顆粒，使用時需經溶脹處理，稱取4克葡聚糖凝膠G—25，加50毫升蒸餾水，攪拌均勻，在室溫溶脹6小時，或沸水浴溶脹 2小時，一般採用後一種方法。再用傾瀉法除去凝膠上層水及細小顆粒，用蒸餾水反復洗滌幾次，再以緩沖溶液(pH7.0的Tris—醋酸溶液)洗滌2—3次，使pH和離子強度達到平衡，最後抽去溶液及凝膠顆粒內部氣泡，凝膠可保存在緩沖液內。 2.裝柱：將層析柱洗凈，垂直固定在鐵支架上，選擇有薄膜端作為層析柱下口，將下口接上乳膠管並用螺旋夾夾緊。層析柱中加入洗脫液，打開下口螺旋夾，讓溶液流出，排除殘留氣泡，最後保留約2厘米高度的洗脫液，擰緊螺旋夾。將凝膠輕輕攪動均勻，用玻璃棒沿層析柱內壁緩緩注入柱中，待凝膠沉積到柱床下已超過l厘米時，打開下口螺旋夾，繼續裝柱至柱床高度達到8厘米,關閉出口。裝柱過程中嚴禁產生氣泡，盡可能一次裝完，避免出現分層。再用洗脫液平衡l至2個柱床體積，凝膠面上始終保持有一定的洗脫液。平衡後，擰緊下端螺旋夾。

⑸ 凝膠過濾層析的使用方法

⒈凝膠的選擇根據實驗目的不同選擇不同型號的凝膠。如果實驗目的是將樣品中的大分子物質和小分子物質分開，由於它們在分配系數上有顯著差異，這種分離又稱組別分離，一般可選用SephadexG-25和G-50，對於小肽和低分子量的物質（1000-5000）的脫鹽可使用SephadexG-10，G-15及Bio-Gel-p-2或4.如果實驗目的是將樣品中一些分子量比較近似的物質進行分離，這種分離又叫分級分離。一般選用排阻限度略大於樣品中最高分子量物質的凝膠，層析過程中這些物質都能不同程度地深入到凝膠內部，由於Kd不同，最後得到分離。
⒉柱的直徑與長度根據經驗，組別分離時，大多採用2-30cm長的層析柱，分級分離時，一般需要100cm左右長的層析柱，其直徑在1-5cm范圍內，小於1cm產生管壁效應，大於5cm則稀釋現象嚴重。長度L與直徑D的比值L/D一般宜在7-10之間，但對移動慢的物質宜在30-40之間。
⒊凝膠柱的制備凝膠型號選定後，將干膠顆粒懸浮於5-10倍量的蒸餾水或洗脫液中充分溶脹，溶脹之後將極細的小顆粒傾瀉出去。自然溶脹費時較長，加熱可使溶脹加速，即在沸水浴中將濕凝膠漿逐漸升溫至近沸，1-2小時即可達到凝膠的充分脹溶。加熱法既可節省時間又可消毒。
凝膠的裝填：將層析柱與地面垂直固定在架子上，下端流出口用夾子夾緊，柱頂可安裝一個帶有攪拌裝置的較大容器，柱內充滿洗脫液，將凝膠調成較稀薄的漿頭液盛於柱頂的容器中，然後在微微地攪拌下使凝膠下沉於柱內，這樣凝膠粒水平上升，直到所需高度為止，拆除柱頂裝置，用相應的濾紙片輕輕蓋在凝膠床表面。稍放置一段時間，再開始流動平衡，流速應低於層析時所需的流速。在平衡過程中逐漸增加到層析的流速，千萬不能超過最終流速。平衡凝膠床過夜，使用前要檢查層析床是否均勻，有無「紋路」或氣泡，或加一些有色物質來觀察色帶的移動，如帶狹窄、均勻平整說明層析柱的性能良好，色帶出現歪曲、散亂、變寬時必須重新裝柱。
⒋加樣和洗脫凝膠床經過平衡後，在床頂部留下數亳升洗脫液使凝膠床飽和，再用滴管加入樣品。一般樣品體積不大於凝膠總床體積的5%-10%。樣品濃度與分配系數無關，故樣品濃度可以提高，但分子量較大的物質，溶液的粘度將隨濃度增加而增大，使分子運動受限，故樣品與洗脫液的相對粘度不得超過1.5-2.樣品加入後打開流出口，使樣品滲入凝膠床內，當樣品液面恰與凝膠床表面相平時，再加入數毫升洗脫液中洗管壁，使其全部進入凝膠床後，將層析床與洗脫液貯瓶及收集器相連，預先設計好流速，然後分部收集洗脫液，並對每一餾份做定性、定量測定。
⒌凝膠柱的重復使用、凝膠回收與保存一次裝柱後可以反復使用，不必特殊處理，並不影響分離效果。為了防止凝膠染菌，可在一次層析後加入0.02%的疊氮鈉，在下次層析前應將抑菌劑除去，以免干擾洗脫液的測定。

⑹ 血紅蛋白凝膠過濾層析所需儀器、用具、物品和實驗的具體方案

一、實驗目的

1.了解凝膠柱層析的原理及應用；

2.掌握凝膠柱層析的基本操作技術，為進一步掌握離子交換柱層析、親和層析及吸附層析等其它分離方法打下良好的基礎。

二、實驗原理

凝膠層析：原理與應用

凝膠層析又稱凝凝膠過濾，是一種按分子量大小分離物質的層析方法。該方法是把樣品加到充滿著凝膠顆粒的層析柱中，然後用緩沖液洗脫。大分子無法進入凝膠顆粒中的靜止相中，只能存在於凝膠顆粒之間的流動相中，因而以較快的速度首先流出層析柱，而小分子則能自由出入凝膠顆粒中，並很快在流動相和靜止相之間形成動態平衡，因此就要花費較長的時間流經柱床，從而使不同大小的分子得以分離。

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凝膠過濾柱層析所用的基質是具有立體網狀結構、篩孔直徑一致，且呈珠狀顆粒的物質。這種物質可以完全或部分排阻某些大分子化合物於篩孔之外，而對某些小分子化合物則不能排阻，但可讓其在篩孔中自由擴散、滲透。任何一種被分離的化合物被凝膠篩孔排阻的程度可用分配系數Kav（被分離化合物在內水和外水體積中的比例關系）表示。Kav值的大小與凝膠床的總體積（Vt）、外水體積（Vo）及分離物本身的洗脫體積（Ve）有關，即：

Kav= (Ve-Vo)/(Vt-Vo)

在限定的層析條件下，Vt和Vo都是恆定值，而Ve值卻是隨著分離物分子量的變化而變化的。分離物分子量大，Kav值小；反之，則Kav值增大。因此，在同一凝膠柱上分離分子量不同的物質時，由於流動相的作用，這些分離物質將發生排阻和擴散效應。若緩沖液連續地傾入柱中，柱中物質的排阻和擴散效應也將連續地發生，其最終結果是分子量大的物質先從柱中流出，分子量小的物質則後從柱中流出。流出物用部分收集器分管等量或等時地收集起來，檢測後分段合並相同組分的各管流出物，即等於把分子量不同的物質相互分離開了。其分離效果受操作條件（如基質的顆粒大小、均勻度、篩孔直徑和床體積的大小、洗脫液的流速以及樣品的種類等）的影響，而最直接的影響是Kav值的差異性，Kav值差異性大，分離效果好；Kav值差異性小，則分離效果很差，或根本不能分開。

分配系數Kav既是判斷分離效果的一個參數，又是測定蛋白質分子量的一個依據。從公式Kav= (Ve-Vo)/(Vt-Vo)可知，只要測出床體積Vt 和外水體積Vo 以及洗脫體積Ve，即可計算出Kav值。而凝膠床總體積Vt可用測量法得到：

由凝膠床的組成可知，床體積Vt等於外水體積Vo、內水體積Vi與凝膠顆粒實際佔有體積Vg之和。即

Vt = Vo+Vi+Vg = Vo+Vi

而Vo和Vi可通過實驗測得：當把分子量不同的混合溶液鋪在凝膠床上時，其在內水體積和外水體積中的分布是不一樣的。溶液中的分子大於凝膠孔徑上限者不能進入凝膠網孔內，而被排阻在外水體積的溶液中。凝膠床的洗脫體積Ve剛好等於外水體積。即Ve=Vo (Kav=0)。然而，溶液中的分子小於凝膠孔徑下限者能自由進入凝膠網孔內，凝膠床的洗脫體積Ve應等於凝膠床總體積，即Ve= Vt= Vo+Vi (Kav=1)。而溶液中的分子大小介於凝膠孔徑上限和下限之間者，則能進入部分凝膠網孔中，故其洗脫體積Ve是在Vo和Vt之間（Kav在0－1之間）。

以床體積Vt（等於pr2h）和測得值Vo來計算分配系數的值為Kav，若以床體積Vt（等於Vo+Vi）和測得值Vo來計算分配系數的值為Kd。在同一層析條件下，對同一物質計算出來的Kav和Kd值盡管有一定的差異性，但都是有效的。只因Kav計算方便，所以目前多使用Kav。分離物在凝膠過濾層析時的行為，除用Kav和Kd表示外，還可用Ve/Vo或Vo/Ve（R值）表示。

反應原理

凝膠過濾不僅常用做物質的分離，還可以根據需要用某種試劑非常方便地處理某種物質，當該物質流經試劑區時，因為可連續接觸新鮮試劑，因而可以充分發生反應，最後經過洗脫，再與過量的試劑分開。本實驗就是通過凝膠過濾，用還原劑FeSO4處理血紅蛋白。即首先在層析柱中加入含有還原劑的溶液，使形成一個還原區帶，當血紅蛋白樣品（血紅蛋白與鐵氰化鉀的混合液）流經還原區帶時，褐色的高鐵血紅蛋白立即生成紫色的還原型血紅蛋白，隨著還原型血紅蛋白繼續下移，與緩沖液中的氧分子結合又形成了鮮紅的血紅蛋白。鐵氰化鉀則因分子量小，在層析柱中呈現其本來的黃色帶而遠遠地落在血紅蛋白的後邊。本實驗操作簡便，直觀性強，趣味性濃，通過肉眼觀察即可檢驗分離效果。

三、實驗材料

1.器材：層析柱，?10×200

2.試劑：

(1) 20mM磷酸二氫鈉

(2) 20mM磷酸氫二鈉

(3) 40mM FeSO4(用時現配)

(4) 0.2M Na2HPO4，80mM Na2H2EDTA

(5) 抗凝血（哺乳動物血樣，以1：X的比例加入%檸檬酸鈉，置於4℃冰箱中保存。貯存期以不超過3個月為宜）

(6) Sephadex G-25

(7) 固體鐵氰化鉀

四、儀器設備

鐵架台、恆流泵

五、實驗步驟

1．凝膠的處理 取3克葡聚糖凝膠（Sephadex-25）乾粉，浸泡於蒸餾水中充分溶脹（室溫，6小時），然後傾斜法除去表面懸浮的小顆粒，最後加入等體積pH7磷酸緩沖液繼續浸泡（磷酸緩沖液用試劑1、2以39:51的比例混合，並用pH計校對）。

2．裝柱 將層析柱下端的止水螺絲旋緊，向柱中加入約5-7cm高的緩沖液，把溶脹好的糊狀凝膠邊攪拌邊到入柱中，同時開啟止水螺絲，控制一定的流速，使柱中的凝膠一直處在溶液中。最好一次連續裝完，若分次裝入，需用玻璃棒輕輕攪動柱床上層凝膠，以免出現界面。裝柱長度至少8cm。最後放入略小於層析柱內徑的濾紙片，以防將來加樣時凝膠被沖起。

3．平衡 用磷酸緩沖液洗脫，平衡20分鍾。注意液面不要低於凝膠表面，否則可能有氣泡混入，影響液體在柱內的流動與最終生物大分子物質的分離效果。

4．血紅蛋白樣品的制備 取1ml抗凝血於燒杯中，加入10ml pH7 20mM磷酸緩沖液，再加入固體鐵氰化鉀，使濃度達到5mg/ml。

5．層析柱還原層的形成 取1ml 40mMFeSO4於小燒杯中，加入1ml 0.2M Na2HPO4,80mM Na2H2EDTA混合液攪拌均勻。待層析柱上緩沖液幾乎全部進入凝膠時，速取該混合液0.4ml加入層析柱中，待混合液完全進入柱床後加入0.7ml緩沖液。（注意還原劑的混合液要新鮮配製，盡可能縮短在空氣中暴露的時間）。

6．上樣 將柱中多餘的液體從底部流出後關閉止水螺絲,取前面制備好的血紅蛋白樣品0.5ml，將樣品溶液小心加到凝膠柱上，打開止水螺絲，使樣品溶液流入柱內。

7．洗脫 用緩沖液進行洗脫，控制緩沖液在約每5秒一滴的流速，觀察並記錄實驗現象。

8．清洗 待所有色帶流出層析柱後，加快流速，繼續清洗層析柱5min

⑺ 影響凝膠過濾層析實驗結果的因素有哪些

凝膠層析操作中應注意的一些具體問題.
(1)層析柱的選擇
層析柱大小主要是根據樣品量的多少以及對解析度的要求來進行選擇.一般來講,主要是層析柱的長度對解析度影響較大,長的層析柱解析度要比短的高；但層析柱長度不能過長,否則會引起柱子不均一、流速過慢等實驗上的一些困難.一般柱長度不超過100cm,為得到高解析度,可以將柱子串聯使用.層析柱的直徑和長度比一般在1:25－1:100之間.用於分組分離的凝膠柱,如脫鹽柱由於對解析度要求較低,所以一般比較短.
(2)凝膠柱的鑒定
凝膠柱的填裝情況將直接影響分離效果,關於填裝的方法前面已有介紹,這里主要介紹對填裝好的凝膠柱的鑒定.凝膠柱填裝後用肉眼觀察應均勻、無紋路、無氣泡.另外通常可以採用一種有色的物質,如藍色葡聚糖-2000、血紅蛋白等上柱,觀察有色區帶在柱中的洗脫行為以檢測凝膠柱的均勻程度.如果色帶狹窄、平整、均勻下降,則表明柱中的凝膠填裝情況較好,可以使用；如果色帶彌散、歪曲,則需重新裝柱.另外值得一提的是,有時為了防止新凝膠柱對樣品的吸附,可以用一些物質預先過柱,以消除吸附.
(3)洗脫液的選擇
由於凝膠層析的分離原理是分子篩作用,它不象其它層析分離方式主要依賴於溶劑強度和選擇性的改變來進行分離,在凝膠層析中流動相只是起運載工具的作用,一般不依賴於流動相性質和組成的改變來提高解析度,改變洗脫液的主要目的是為了消除組分與固定相的吸附等相互作用,所以和其它層析方法相比,凝膠層析洗脫液的選擇不那麼嚴格.由於凝膠層析的分離機理簡單以及凝膠穩定工作的pH 范圍較廣,所以洗脫液的選擇主要取決於待分離樣品,一般來說只要能溶解被洗脫物質並不使其變性的緩沖液都可以用於凝膠層析.為了防止凝膠可能有吸附作用,一般洗脫液都含有一定濃度的鹽.
(4)加樣量
關於加樣前面已經有所介紹,要盡量快速、均勻.另外加樣量對實驗結果也可能造成較大的影響,加樣過多,會造成洗脫峰的重疊,影響分離效果；加樣過少,提純後各組分量少、濃度較低,實驗效率低.加樣量的多少要根據具體的實驗要求而定：凝膠柱較大,當然加樣量就可以較大；樣品中各組分分子量差異較大,加樣量也可以較大；一般分級分離時加樣體積約為凝膠柱床體積的1％－5％左右,而分組分離時加樣體積可以較大,一般約為凝膠柱床體積的10％－25％.如果有條件可以首先以較小的加樣量先進行一次分析,根據洗脫峰的情況來選擇合適的加樣量.設要分離的兩個組分的洗脫體積分別為Ve1和Ve2,那麼加樣量不能超過(Ve1－Ve2).實際由於樣品擴散,所以加樣量應小於這個值.
從洗脫峰上看,如果所要的各個組分的洗脫峰分得很開,為了提高效率,可以適當增加加樣量；如果各個組分的洗脫峰只是剛好分開或沒有完全分開,則不能再加大加樣量,甚至要減小加樣量.另外加樣前要注意,樣品中的不溶物必須在上樣前去掉,以免污染凝膠柱.樣品的粘度不能過大,否則會影響分離效果.
(5)洗脫速度
洗脫速度也會影響凝膠層析的分離效果,一般洗脫速度要恆定而且合適.保持洗脫速度恆定通常有兩種方法,一種是使用恆流泵,另一種是恆壓重力洗脫.洗脫速度取決於很多因素,包括柱長、凝膠種類、顆粒大小等,一般來講,洗脫速度慢一些樣品可以與凝膠基質充分平衡,分離效果好.但洗脫速度過慢會造成樣品擴散加劇、區帶變寬,反而會降低解析度,而且實驗時間會大大延長；所以實驗中應根據實際情況來選擇合適的洗脫速度,可以通過進行預備實驗來選擇洗脫速度.一般凝膠的流速是2－10 cm/hr,市售的凝膠一般會提供一個建議流速,可供參考.總之,凝膠層析的各種條件,包括凝膠類型、層析柱大小、洗脫液、上樣量、洗脫速度等等,都要根據具體的實驗要求來選擇.例如樣品中各個組分差異較小,則實驗要求凝膠層析要有較高的解析度,提高解析度的選擇應主要包括：選擇包括各個待分離組分但分離范圍盡量小一些的凝膠,選擇顆粒小的凝膠,選擇解析度高的凝膠類型,選擇較長、直徑較大的層析柱、減少加樣量、降低洗脫速度等等.

⑻ 凝膠過濾法提取蛋白質的洗脫圖譜為什麼只出現一個峰值阿本來應該是有兩個的

我是做了兩次實驗才成功，第一次只得到一個峰，第二次得到了兩個峰。
原因我總結有如下幾點：
1）、每支管收集的溶液量不一致，誤差較大，導致只有一個吸收峰。

2）、可能是流速過快，小分子物質來不及擴散，與大分子物質一起被洗脫出來；或者是流速過慢，層析時間過長，小分子物質追上了大分子物質一起被洗脫出來。
3）、也可能是未能及時去接被洗脫出來的物質，有些成分已流出，只接到了後面流出來的物質，則為一個峰。
4）、樣品未洗脫完全就終止了反應，小分子物質還停留在層析柱內，所以只收集到一種物質，只得到了一個峰。

【希望能幫到廣大查詢此問題的朋友們，因為我是被做實驗報告討論題給逼出來的。^_^】

⑼ 凝膠過濾法分離蛋白質每管收集洗脫液的多少對實驗的影響

利用物質密度的不同,小分子蛋白質進入孔內.電泳遷移率的大小主要取決於蛋白質分子所帶電荷量以及分子大小：利用混合物中各組分理化性質的差異：硫酸銨,其中凝膠層析可用於測定蛋白質的分子量,蛋白質溶液加於柱之頂部：利用透析袋膜的超濾性質,分布於不同的液層而分離. 4,稱為鹽析. 2、分子篩,均可引起蛋白質沉澱,在相互接觸的兩相（固定相與流動相）之間的分布不同而進行分離：又稱凝膠過濾法.主要有離子交換層析1,因而在柱中滯留時間較長,吸附層析及親和層析等.常用的中性鹽有,溶液的pH在蛋白質的等電點處效果最好,可將大分子物質與小分子物質分離開.超速離心也可用來測定蛋白質的分子量. 3,大分子蛋白質不能進入孔內而徑直流出,凝膠層析、透析法,任其往下滲漏,因此不同大小的蛋白質得以分離、氯化鈉.凡能與水以任意比例混合的有機溶劑,經超速離心後.鹽析時、電泳法、硫酸鈉等,以破壞蛋白質的膠體性質：在蛋白質溶液中加入大量中性鹽、丙酮等,因此在電場中可以移動：蛋白質分子在高於或低於其pI的溶液中帶凈的負或正電荷、超速離心、鹽析與有機溶劑沉澱,蛋白質的分子量與其沉降系數S成正比、甲醇、層析法,使蛋白質從溶液中沉澱析出. 6,如乙醇. 5