考馬斯亮藍染色液過濾

❶ 考馬斯亮藍法測蛋白濃度，具體步驟有哪些，需要什麼試劑

該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2％影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。
1．Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50m1 95％乙醇，加入100ml濃磷酸，然後，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug／100ul之間繪制標准曲線。
3．將待測樣本溶於100~1緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。
4．按1：5用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。
5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30rain。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．
6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。
注意：
考馬斯亮藍和皮膚中蛋白質通過范德華力結合，反應快速，並且穩定，無法用普通試劑洗掉。待一兩周左右，皮屑細胞自然衰老脫落即可無礙

三、 考馬斯亮藍法測定蛋白質含量—標准曲線製作
（一）、試劑：
1、 考馬斯亮藍試劑：
考馬斯亮藍G—250 100mg溶於50ml 95%乙醇，加入100ml 85% H3PO4，雍蒸餾水稀釋至1000ml,濾紙過濾。最終試劑中含0.01%（W/V）考馬斯亮藍G—250,4.7%（W/V）乙醇，8.5%（W/V）H3PO4。
2、 標准蛋白質溶液：
純的牛血清血蛋白，預先經微量凱氏定氮法測定蛋白氮含量，根據其純度同0.15mol/LNaCl配製成100ug/ml蛋白溶液。
（二）、器材：
1、722S型分光光度計使用及原理（）。
2、移液管使用（）。
（三）、標准曲線製作：
試管編號 0 1 2 3 4 5 6
100ug/ml標准蛋白（ml） 0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6
0.15mol/L NaCl （ml） 1 0.9 0.8 0.7 0.6 0.5 0.4
考馬斯亮藍試劑 （ml） 5 5 5 5 5 5 5
搖勻，1h內以1號管為空白對照,在595nm處比色
A595nm
1、

2、以A595nm為縱坐標，標准蛋白含量為橫坐標（六個點為10ug、20 ug、30 ug、40 ug、50 ug、60 ug），在坐標軸上繪制標准曲線。
1）、利用標准曲線查出回歸方程。
2）、用公式計算回歸方程。
3）、或用origin作圖 ，測出回歸線性方程。即A595nm=a×X( )+6
一般相關系數應過0.999以上，至少2個9以上。
4）、繪圖時近兩使點在一條直線上，在直線上的點應該在直線兩側。
（四）、蛋白質含量的測定：
樣品即所測蛋白質含量樣品（含量應處理在所測范圍內），依照操作步驟1操作，測出樣品的A595nm，然後利用標准曲線或回歸方程求出樣品蛋白質含量。
一般被測樣品的A595nm值在0.1—0.05之間，所以上述樣品如果A595nm值太大，可以稀釋後再測A595nm值，然後再計算。
（五）、注意事項：
1、 玻璃儀器要洗滌干凈。
2、 取量要准確。
3、 玻璃儀器要乾燥，避免溫度變化。
4、 對照：用被測物質以外的物質作空白對照。

❷ 考馬斯亮藍g250為什麼要過濾 配製考馬思量藍溶液時要用濾紙過濾,為什麼是不是和它的溶解度有關

不過濾會有凝塊,其濃度比溶液大,這樣給蛋白染色的時候會出現染色不均的現象

❸ 考馬斯亮蘭R250液體，怎麼配置測蛋白質濃度。

R250不能用來測蛋白質濃度的，G250用來測蛋白質濃度
100mg考馬斯亮藍G-250溶於50 ml 95%乙醇，加入100 ml磷酸然後補加水至1 L，Whatman1號濾紙過濾。

❹ 考馬斯亮藍測定蛋白質含量樣品中含有少量的蔗糖或甘油如何排除干擾

咨詢記錄 · 回答於2021-10-18

❺ 考馬斯亮藍法測蛋白質含量是多少

考馬斯亮藍法測蛋白質含量需要根據實際樣本來確定，無法一概而論。

考馬斯亮藍G-250（Coomassie brilliant blue G-250）測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。在游離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質，色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。

其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。蛋白質與考馬斯亮藍G-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；其結合物在室溫下1h內保持穩定。

該法是1976年Bradford建立，試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比Lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度范圍為0～1 000μg/mL，最小可測2.5μg/mL蛋白質，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。

馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：

該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2%影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。

1．Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。

2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標准曲線。

3．將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同（最好用PBS)。

4．按1：4用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。

5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min。

6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。

❻ 怎樣配製 考馬斯亮藍G250蛋白染色劑

考馬斯亮藍G-250的配製：

1.稱取100 mg考馬斯亮藍G-250，溶於50 mL 90%乙醇中，

2.加入85%的磷酸100 mL，

3.最後用蒸餾水定容到1 000 mL。

此溶液在常溫下可放置一個月。

(6)考馬斯亮藍染色液過濾擴展閱讀

考馬斯亮藍有G250和R250兩種。其中考馬斯亮藍G250由於與蛋白質的結合反應十分迅速，常用來作為蛋白質含量的測定。考馬斯亮藍R250與蛋白質反應雖然比較緩慢，但是可以被洗脫下去，所以可以用來對電泳條帶染色。

考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：

該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2%影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。

1．Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。

2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標准曲線。

3．將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。

4．按1：4用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。

5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．

6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。

❼ 考馬斯亮藍染液和蒸餾水混合顏色

染色，考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍G-250 定量結合。當考馬斯亮藍 G-250 與蛋白質結合後

❽ 用考馬斯亮藍法測定蛋白質配製的考馬斯亮藍溶液為墨綠色什麼原因

首先所有使用玻璃器皿都要洗干凈。1、考馬斯亮藍應在乙醇、磷酸介質中盡量溶解充分。然後過濾定容搖勻。2、用固定的2個比色杯做標准空白比色杯固定，每次測完後用乙醇將測定a值的比色杯洗干凈。我測定的r值在0.9925到0.9986供你參考

❾ 考馬斯亮藍g250為什麼要過濾

不過濾會有凝塊，其濃度比溶液大，這樣給蛋白染色的時候會出現染色不均的現象

❿ 考馬斯亮藍法測定可溶性蛋白質含量的優缺點

在酸性條件下，考馬斯亮蘭g-250染料與蛋白質疏水區結合，導致最大吸收峰由465
nm
變為595
nm，同時顏色也由棕色變為藍色,該藍色化合物顏色的深淺與蛋白質濃度的高低成正比關系。將蛋白質樣品或稀釋的bsa
與bradford試劑混合，測量在595
nm處的吸收值，在建立由一系列稀釋的bsa建立的標准曲線的情況下，蛋白質的濃度可以根據標准曲線而確定。
考馬斯亮藍g-250（coomassie
brilliant
blue
g-250）測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。在游離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質-色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。蛋白質與考馬斯亮藍g-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；其結合物在室溫下1h內保持穩定。該法是1976年bradford建立，試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度范圍為0～1
000μg/ml，最小可測2.5μg/ml蛋白質，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。
考馬斯亮藍有g250和r250兩種。其中考馬斯亮藍g250由於與蛋白質的結合反應十分迅速，常用來作為蛋白質含量的測定。考馬斯亮藍r250與蛋白質反應雖然比較緩慢，但是可以被洗脫下去，所以可以用來對電泳條帶染色。
考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：
該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2%影響測定結果。如tritonx-100、sds、np-40等。
1．bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍g-250溶於50ml
95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至1000ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標准曲線。
3．將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用pbs)。
4．按1：5用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。
5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．
6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。
注意：
考馬斯亮藍和皮膚中蛋白質通過范德華力結合，反應快速，並且穩定，無法用普通試劑洗掉。待一兩周左右，皮屑細胞自然衰老脫落即可無礙。考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍g-250
定量結合。當考馬斯亮藍
g-250
與蛋白質結合後，其對可見光的最大吸收峰從
465nm
變為
595nm。在考馬斯亮藍
g-250
過量且濃度恆定的情況下，當溶液中的蛋白質濃度不同時，就會有不同量的考馬斯亮藍
g-250
從吸收峰為
465nm
的形式轉變成吸收峰為
595nm
的形式，而且這種轉變有一定的數量關系。一般情況，當溶液中的蛋白質濃度增加時，顯色液在
595nm
處的吸光度基本能保持線性增加，因此可以用考馬斯亮藍
g-250
顯色法來測定溶液中蛋白質的含量。長期以來，人們一直習慣用
lowry
法來測定蛋白質濃度，
但近些年來，
越來越多的人開始用考馬斯亮藍
g-250顯色法來測定蛋白質濃度，與
lowry
法相比，該方法具有下列優點：①方法簡單，只需一種顯色液。②反應迅速，只需一步反應，顯色可在
5
min
之內完成。③干擾少，許多被認為對
lorwy
法有干擾的物質（如糖、緩沖液、還原劑和絡合劑）不影響該方法。盡管該方法有如此多的優點，但在實際應用中也有其缺點，如線性關系不很好，因此使用該方法測定蛋白質濃度時應特別注意。